Suspension

Comment mesurer l'intensité de fluorescence de cellules adhérentes?


La Cytométrie en flux nécessite que les cellules à analyser soient en suspensions monocellulaires. Si les cellules sont adhérentes à un support ou constituent un tissu, il est indispensable de dissocier le tissu (souvent par action d’une enzyme comme la trypsine ou la collagénase) ou de détacher les cellules de leur support par traitement mécanique (grattage) ou enzymatique (trypsine).

Dans certains cas, ces traitements peuvent présenter divers inconvénients. Par exemple, on sélectionne une sous-population qui se détache plus facilement, on abime les membranes, on modifie les antigènes membranaires... Dans certains cas, cela peut ne pas avoir d’importance: s’il s’agit de mesurer la fluorescence des noyaux cellulaires, peu importe que la membrane soit abimée... Mais c’est une question à laquelle il faut rester attentif.

La cytométrie en image est beaucoup mieux adaptée à ce genre de situation. En effet, le principe de cette technique repose sur le balayage laser. Celui-ci, sur l’appareil utilisé par le SC, consiste à faire déplacer, pas à pas, la platine du microscope, de façon à ce que le faisceau laser intercepte chaque cellule successivement. Ces cellules peuvent donc rester adhérentes ou en tissus. Une condition doit cependant être respectée : elles doivent être en monocouche. Par rapport à la cytométrie en flux, c’est un avantage considérable et très original. Il s’accompagne cependant d’un inconvénient : la lenteur du système qui permet d’analyser seulement quelques cellules par minutes, là où la CMF en analyserait plusieurs dizaines de milliers ! Les données fournies reposeront donc sur un effectif plus faible, ce qui peut dans certains cas, entraîner une imprécision dans les calculs statistiques.