CEPIA / Les activités

Production intensive continue d'Anophèles.

 Le CEPIA produit en masse et de façon continue Anopheles stephensi souche SDA500 et Anopheles gambiae souche N'gousso. Anopheles stephensi constitue un excellent vecteur au  niveau du laboratoire de P. berghei et P. yoelii, Plasmodium de rongeurs. Anopheles gambiae vecteur majeur de P. falciparum  sur le continent africain est le moustique sur lequel se sont concentrés les efforts de recherche au cours de la dernière décennie pour comprendre les interactions moustique - parasite - Homme.

    A côté de ces deux espèces produites en masse, une espèce sud-américaine Anopheles albimanus souche Stecla, et trois  souches d’Anopheles gambiae (G3, Yaoundé et une lignée transgénique exprimant constitutivement la GFP {green fluorescent protein}) sont maintenues en continu et amplifiées à la demande.

    Le cycle de développement d’un moustique est composé de 2 phases, l’une larvaire aquatique et l’autre aérienne qui ne peuvent être interrompues.





La durée du cycle de l’œuf à l’adulte dépend de la densité larvaire, de la nourriture et de la température, elle est de l’ordre de 15 jours à 25°C ; seule la femelle pique et a besoin d’un repas sanguin pour maturer ses œufs. La vie d’un adulte est d’environ un mois. C’est au cours d’un repas de sang parasité que la femelle va s’infecter, le parasite alors ingéré va migrer du tube digestif vers les glandes salivaires et sera transmis à un hôte au cours d’un autre repas de sang.

 

    Le développement du parasite au sein du moustique varie de 11 à 22 jours selon l’espèce plasmodiale. C’est pourquoi il est important que les femelles fournies soient jeunes afin de permettre le développement du parasite  jusqu’à  la production de sporozoïtes dans leurs glandes salivaires, stades ultimes du parasite chez le moustique et infectants pour l’hôte vertébré.
 
    L’élevage de masse doit répondre à certains critères d’exigence et de qualité. Un des points essentiels est d’avoir la phase aquatique larvaire la plus homogène possible afin de réduire le temps d’émergence des adultes d’une même génération ; pour cela nous avons optimisé la densité larvaire, la quantité et la qualité de la nourriture dosée par cuvette, la qualité de l’eau et l’addition de composés minéraux.

 
                                                              
Œuf d’Anopheles gambiae avec ses flotteurs et larves d’Anopheles gambiae, principalement stade IV

    La durée des stades aquatiques (de l’œuf à l’émergence de l’adulte) est ainsi de moins de 2 semaines dans nos conditions d’élevage.

    Les adultes sont ensuite transférés par aspiration directement dans les cages d’élevage et nourris avec de l'eau minérale complémentée de 10% de saccharose.


 
 Aspiration des adultes et solutions de saccharose dans une cage d’élevage.
                                      

Manipulation d’une cage d’adulte et pose d’un pondoir dans une cage d’élevage.   
 
    Pour répondre à un critère de qualité des femelles fournies, nous sélectionons 3 jours après l’émergence les femelles agressives, prêtes à se gorger. Les utilisateurs reçoivent des femelles agressives, séparées des mâles, dans des petites cages adaptées à la quantité de femelles. Nous fournissons ainsi une quarantaine de cages contenant 100 à 500 femelles, correspondant à un roulement en cumulatif de 120 cages par semaine. En effet, chaque cage de femelles infectées par Plasmodium est maintenue en moyenne 3 semaines, temps nécessaire à l’obtention de sporozoïtes dans les glandes salivaires.
 

L’augmentation des demandes a contribué à une augmentation considérable de notre production. La totalité des demandes de femelles, toutes espèces confondues, est passée de 50 000 femelles par an en juillet 2002 à plus de 220 000 en 2010. Ainsi le niveau de demande en 2010 correspond à environ 2000  femelles par espèce et par jour, nécessitant la production moyenne de 50 000 adultes/semaine et par espèce soit environ 1 million de femelles par an. Une telle production nécessite l’entretien quotidien pour chaque espèce de 100 à 200 cuvettes de larves qui contiennent chacune 400 à 1000 larves par cuvette. Cela implique d’optimiser continuellement les procédures d’entretien et d’élevage.




Soin des larves et rayonnage de cuvette.
 

  

Une première optimisation des procédures a été la mise en place en 2008, d’un souchier de type Electroclass pour le rangement des cuvettes de larves d’Anopheles stephensi. Cet appareil permet d'améliorer les conditions de travail en réduisant la manipulation des cuvettes dans l’insectarium.
Une deuxième optimisation des procédures mises en place en 2010 a été le gorgement des moustiques sur membrane, alimenté en sang de cheval permettant de réduire l'utlilisation d’animaux de laboratoire. Néanmoins, les essais d’adaptation prennent plusieurs mois avant que les nouvelles générations de moustiques ne s’adaptent à la nouvelle source de sang.
À ce titre, cette adaptation sur sang de cheval n’a pour l’instant pas abouti  pour l’élevage d’Anopheles gambiae, ne nous permettant pas de supprimer complètement l’utilisation des lapins.



 
 

Souchier Electroclass adapté pour le rangement des cuvettes de l'élevage d'Anopheles stephensi.

   

La mise en place de toute nouvelle procédure au sein de l’élevage implique de vérifier le maintien de la réceptivité des femelles ainsi produites à P. berghei, P. yoelii et P. falciparum. L’amélioration continuelle de la qualité potentielle des femelles moustiques est, en effet, primordiale afin de satisfaire et de répondre au mieux aux critères d’exigence des infections et des expérimentateurs au sein de la plate-forme. En effet, le but du CEPIA n’est pas seulement de produire des femelles de moustiques mais de les fournir d’une part, à l’âge requis, en synchronisation totale avec les expériences d’infections des utilisateurs et d’autre part, capables d’être infectées par le parasite. De plus, elles doivent être infectantes c’est-à-dire produire des sporozoïtes en nombre suffisant dans les glandes salivaires. Des tests comparatifs sont systématiquement réalisés pour contrôler si l’introduction de toute nouvelle procédure ne perturbe pas  ou au contraire peut améliorer le développement des parasites au sein du moustique.